凝胶dna电泳描述
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一、实验原理
DNA电泳是基因工程中最基本的技术,DNA制备及浓度测定、目的DNA片段的分离,重组子的酶切鉴定等均需要电泳完成。根据分离的DNA大小及类型的不同,DNA电泳主要分两类:
1、聚丙烯酰胺凝胶电泳 适合分离1kb以下的片段,最高分辨率可达1bp,也用于分离寡核苷酸,在引物的纯化中也常用此中凝胶进行纯化,也称PAGE纯化。
2、琼脂糖凝胶电泳 可分离的DNA片段大小因胶浓度的不同而异,胶浓度为0.5~0.6%的凝胶可以分离的DNA片段范围为20bp~50kb。电泳结果用溴化乙锭(EB)染色后可直接在紫外下观察,并且可观察的DNA条带浓度为纳克级,而且整个过程一般1小时即可完成。由于该方法操作的简便和快速,在基因工程中较常用。
二、琼脂糖凝胶
琼脂糖是从琼脂中分离得到,由1,3连接的吡喃型b-D-半乳糖和1,4连接的3,6脱水吡喃型阿a-L-半乳糖组成,形成相对分子量为104~105的长链。琼脂糖加热溶解后分子呈随机线团状分布,当温度降低时链间糖分子上的羟基通过氢键作用相连接,形成孔径结构,而随着琼脂糖浓度不同形成不同大小的孔径。表1给出了不同浓度凝胶对DNA片段的线性分离范围。
表1不同类型琼脂糖分离DNA片段大小的范围
琼脂糖/% | 标准 | 高强度 | 低熔点 | 低粘度低熔点 |
0.3 | ||||
0.5 | 700bp~25kb | |||
0.8 | 500bp~15kb | 800bp~10kb | 800bp~10kb | |
1.0 | 250bp~12kb | 400bp~8kb | 400bp~8kb | |
1.2 | 150bp~6kb | 300bp~7kb | 300bp~7kb | |
1.5 | 80bp~4kb | 200bp~4kb | 200bp~4kb | |
2.0 | 100bp~3kb | 100bp~3kb | ||
3.0 | 500bp~1kb | 500bp~1kb | ||
4.0 | 100bp~500bp | |||
6.0 | 10bp~100bp |
由于琼脂糖凝胶是通过氢键的作用,因此过酸或过碱等破坏氢键形成的方法常用于凝胶的再溶化,象NaClO4能用于凝胶的裂解,一般的凝胶回收试剂盒利用的也是这一原理。
随着实验技术的发展,也针对不同用途开发了各种类型的琼脂糖凝胶:
(1)低熔点琼脂糖凝胶,用于DNA片段的回收,且由于该种凝胶中无抑制酶,可在胶中进行酶切、连接等;
(2)高熔点凝胶,可分离小于1kb的DNA片段,专用于PCR产物的分析;
(3)快速凝胶,电泳速度比普通凝胶中快一倍,可节省实验时间;
(4)适用于DNA大片段的分离。
(5)其它类型。各生产商还开发很多类型的凝胶,可根据实验要求选择不同类型的,选择原则是考虑合适的机械强度和熔点。
三、DNA电泳影响因素
DNA为碱性物质,在电泳(缓冲液pH=8)时带负电荷,在一定的电场力作用下向正极泳动。而DNA链上的负电荷伴随着DNA分子量的增加而增加,荷质比是一常数,故电泳中DNA的分离类似分子筛效应。电泳中影响DNA分子泳动的因素很多,主要分两方面:DNA分子特性和电泳条件。 1、DNA分子大小:DNA分子越大在胶中的摩擦阻力就越大,泳动也越慢,迁移速率与线状DNA分子质量的对数值成反比。 2、DNA分子构型:对于质粒DNA分子即使具有相同分子质量,因构型不同也会造成电泳时受到的阻力不同,最终造成泳动速率的不同。常规电泳中质粒DNA分子的3种构型泳动速率:超螺旋最快、线状分子次之,开环分子最慢。 3、不同的胶浓度:对于同种DNA分子胶浓度越高,电泳速率越慢。不同胶浓度对于DNA片段呈线性关系有所区别,浓度较稀的胶线性范围较宽,而浓的胶对小分子DNA片段呈现较好的线性关系。所以常规实验中对于小片段DNA分子的分离采用高浓度的胶分离(有时甚至用2%的凝胶),而对于分离大片段则用低浓度的凝胶。
4、电场强度:电泳时为了尽快得到实验结果,所用的电场强度约为5V/cm,这样的场强下虽能得到结果,但分辨率不高。在精确测定DNA分子大小时,应降低电压至1V/cm。电场强度偏高时电泳分离的线性范围会变窄,电压过高时也会由于电泳中产生的大量热量导致DNA片段的降解。实验中要根据需要选择合适电压,如对于DNA大片段的分离可适当选择较低电压进行(在Southern杂交中的DNA电泳),避免托尾现象的产生;而对于小分子DNA,由于其在凝胶中的快速扩散会导致条带模糊,可选用相对较高的电泳以缩短电泳时间。 5、溴化乙锭:简称EB,电泳中的染色剂,具有扁平结构,能嵌入到DNA碱基对间,对线状分子与开环分子影响较小而对超螺旋态的分子影响较大。当DNA分子中嵌入的EB分子逐渐增多时,原来为负超螺旋状态的分子开始向共价闭合环状转变,电泳迁移速度由快变慢;当嵌入的EB分子进一步增加时,DNA分子由共价闭合环状向正超螺旋状态转变,这时电泳迁移速率又由慢变快。这个临界点的游离EB质量浓度为0.1g/ml~0.5g/ml,即电泳时所加的浓度。因此一般电泳可以忽略此因素,而对于特殊电泳,消除此因素影响可采用电泳后染色。 6、电泳缓冲液:目前有3种缓冲液适用于天然双链DNA的电泳:TAE、TBE和TPE,其组成及特点见表2。一般常用的DNA电泳选用TAE较多,其电泳时间较快,而且成本比较低,但是其缓冲容量较低,需经常更换电泳液。
四、DNA上样缓冲液
电泳中DNA点样前必须加入一定量的上样缓冲液,主要作用如下:
1、螯合Mg2+,防止电泳过程中DNA被降解,一般上样缓冲液中含10mmol/L的EDTA。
2、增加样品密度以保证DNA沉入加样孔内,一般上样缓冲液中加入一定浓度的*或蔗糖,这样可以增加样品的比重。而在大片段电泳中采用Ficoll(聚蔗糖),可减少DNA条带的弯曲和托尾现象。 3、指示剂监测电泳的行进过程,一般加入泳动速率较快的溴酚蓝指示电泳的前沿,它的速率约与300bp的线状双链DNA相同。 目前厂商提供的限制性内切酶中都有赠送的上样缓冲液,一般为10×上样缓冲液,DNA样品中仅需加入1/10的量即可,加入过多的上样缓冲液会造成电泳轻微的托尾现象。
五、DNA上样量的控制
在分析性电泳中,一般样品投入量达50~100ng/带即可观察到清晰结果,而对于珍贵DNA样品则上样量达电泳的最低分辨率5~10ng/带也可。而对于一定量的DNA,当电泳时采用较薄的梳子制胶,则电泳时DNA条带相对较窄,观察较清晰;而随着电泳时间的延长,由于DNA分子本身有一定的扩散,电泳条带也会变浅。
对于染色体DNA的酶切片段包含各种大小的条带,上样量即使超过10mg条带也不会托尾,而单一条带(>10 kb)当上样量超过200ng就有可能产生托尾现象。
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